Genexpression, 1) die Synthese eines funktionellen Proteins. Sie kann nach erfolgter Genaktivierung beginnen. Sie besteht in der Transcription des Gens, der Translation der mRNA, oft in der Prozessierung der mRNA und oft in der posttranslationellen Prozessierung des anfänglichen Translationsprodukts (Posttranslationsmodifizierung).
2) Die G. im Zuge der rekombinanten DNA-Technik. Für die Transcription eines klonierten Inserts ist das Vorhandensein eines Promotors notwendig, der von der Wirts-RNA-Polymerase erkannt wird. Für die Translation wird eine Ribosomenbindungsstelle auf der mRNA benötigt. Wenn die mRNA in E. coli translatiert wird, enthält die Ribosomenbindungsstelle das Translationsstart-Codon (AUG oder GUG) und eine Ribonucleotidsequenz, die komplementär zu den Basen am 3'-Ende der 16S-ribosomalen RNA ist. Dies sind die sog. S-D-Sequenzen (benannt nach Shine und Dalgarno, die diese Sequenz 1975 erstmals postulierten). Sie sind in fast allen E.-coli-mRNAs vorhanden. Ihre Länge variiert zwischen 3 und 9 Nucleotiden und sie sind 3-12 Basen vor dem Translationsstartcodon angeordnet. Obwohl ein fremdes Proteinprodukt von seinem eigenen N-Terminus aus unter der Kontrolle eines E.-coli-Promotors synthetisiert werden kann (z. B. menschliches Wachstumshormon), entsteht gewöhnlich ein Fusionshybrid oder ein chimäres Protein. Beispielsweise wurde mit Hilfe der rekombinanten DNA-Technik das eukaryontische Gen für β-Endorphin an das bakterielle Gen für β-Galactosidase angehängt und in E. coli exprimiert. Das gebildete Protein war deshalb ein Hybrid aus β-Galactosidase und β-Endorphin, von dem das β-Endorphin (ein Polypeptid aus 31 Aminosäuren) proteolytisch abgespalten werden konnte. Es wurden verschiedene Gene in Kombination mit dem β-Galactosidasegen kloniert, deren Expression anfänglich Fusionsproteine ergab, z. B. Somatostatin und Humaninsulin. Die Spaltung dieser chimären Proteine kann auf unterschiedliche Weise vorgenommen werden. Wenn es sich beispielsweise um ein vollständig synthetisches Gen (DNA-Synthese) handelt, kann ein zusätzliches Codon für N-terminales Methionin eingefügt werden, wodurch im chimären Protein eine CNBr-empfindliche Spaltungsstelle erzeugt wird.
Oocyten können exogene Gene transcribieren. Insbesondere wurden Xenopus-Oocyten experimentell als Ersatzsystem zur Expression klonierter DNA verwendet. Beispielsweise wurden Gene für Ovalbumin, Seegurkenhistone sowie verschiedene Proteine des Phagen SV40 auf diese Weise exprimiert. Die Oocyte ist eine relativ große Zelle mit einem großen Kern, so dass Microinjektionen von DNA in den Zellkern technisch leicht durchzuführen sind. Über eine feine Glaskapillare können beispielsweise 20-40 nl an DNA-Lösung injiziert werden.
Mausembryonen wurden ebenfalls als Expressionssysteme für fremde DNA verwendet. SV40-DNA wurde durch Microinjektion in Präimplantationsblastocyten überführt, die in den Uterus von Pflegemüttern eingepflanzt wurden. Die entstandenen Nachkommen sind Chimären, d. h. nur ein Teil der Zellen in jedem Gewebe enthält integrierte SV40-DNA. Die nachfolgende Generation bildet jedoch genetisch definierte Unterstämme, was zeigt, dass die SV40-DNA in Keimbahnzellen integriert worden ist. Um auf einer frühen Entwicklungsstufe eine Integration in ein Wirts-Chromosom sicherzustellen und um Chimärenbildung zu vermeiden, kann die DNA in den männlichen Prokern des frisch befruchteten Eis injiziert werden. Zwischen 3% und 40 % der Tiere, die aus diesen Embryonen entstehen, sind transgene Mäuse, d. h. ihre DNA enthält das integrierte fremde Gen. Das Maus-Metallothionein-(MMT-)Gen wurde mit anderen Genen verschmolzen und in Mäuseembryonen wiedereingeführt. Eine Induktion des MMT-Gens durch Schwermetalle (z. B. Zink oder Cadmium) führt auch zur Expression des Hybridpartners. Auf diese Weise wurden transgene Mäuse gezüchtet, die Hybridgene für MMT-Herpes-simplex-Thymidin-Kinase, MMT-Ratten-Wachstumshormon und MMT-menschliches Wachstumshormon tragen.