DNA-Reparatur, eine Reihe von Mechanismen zur Wiederherstellung der normalen DNA-Struktur (d.h. der genetischen Unversehrtheit), nach Beschädigung z.B. durch Toxine, UV- oder ionisierende Strahlung sowie spontane Bindungsspaltung (z.B. Spaltung glycosidischer Bindungen; Desaminierung von Cytosin- zu Uracilresten).
 Reaktivierung von Pyrimidindimeren. UV-Strahlen können eine Dimerisierung benachbarter Thyminreste desselben DNA-Strangs hervorrufen. Cytosin- und Cytosin-Thymin-Dimere werden zwar auch innerhalb eines Strangs gebildet, jedoch in viel kleineren Raten. Das resultierende Dimer passt nicht in die Doppelhelix und verhindert dadurch eine normale Transcription und Replikation.
Diese Schädigung kann durch die Wirkung von photoreaktivierenden Enzymen bzw. DNA-Photolyasen (M_r 55-65kDa) korrigiert werden. Diese Enzyme besitzen einen nichtkovalent gebundenen Chromophor, der artspezifisch entweder aus N⁵,N¹⁰-Methenyltetrahydrofolat oder aus 5-Desazaflavin besteht. Das monomere Enzym bindet an das Pyrimidindimer. Der Chromophor absorbiert Licht im Bereich von 300-500 nm und überträgt die Anregungsenergie auf FADH. Dieses transferiert ein Elektron auf das Pyrimidindimer, das dann in zwei Monomere gespalten wird.
 Enfernung von Alkylierungen durch Alkyltransferasen. Die Basen der DNA können durch nichtphysiologische Alkylierungsmittel, wie N-Methyl-N'-nitrosoguanidin (ein starkes Mutagen und Carcinogen), oder spontan in der unbehandelten, normalen Zelle durch die nichtenzymatische Methylierungsaktivität von S-Adenosylmethionin alkyliert werden. In E. coli und Säugetierzellen werden O⁶-Methylguanidin und O⁶-Ethylguanidin durch die O⁶-Methylguanidin-DNA-Methyltransferase desalkyliert, die eine einzelne Alkylgruppe auf einen ihrer eigenen Cys-Reste überträgt und dann inaktiv wird. Bei E. coli hat diese O⁶-Mehylguanidin-DNA-Methyltransferase-Aktivität das 178 Reste umfassende C-terminale Segment des aus 354 Resten bestehenden Ada-Proteins (das ada-Genprodukt).
 Exzision veränderter Basen. Als Alternative zur Photoreaktivierung kann ein Pyrimidindimer ausgeschnitten und durch zwei Monomere ersetzt werden. Dieser Prozess wird in E. coli als Reaktion auf die Verformung, die durch das Dimer erzeugt wird, durch einen Proteinkomplex, die uvrABC-Excinuclease (codiert durch die uvrABC-Gene), initiiert. Die Excinuclease spaltet den betroffenen DNA-Strang acht Nucleotide entfernt vom Dimer in 5'-Richtung und vier Nucleotide entfernt in 3'-Richtung. Das exzisierte Oligonucleotid, das das Dimer enthält, wird entfernt. Die DNA-Polymerase I synthetisiert und ersetzt dann das fehlende Segment, indem sie das freie 3'-Ende als Primer und das freiliegende Stück des intakten komplementären Strangs als Matrize verwendet. Zum Schluss wird das 3'-Ende der neu synthetisierten DNA mit dem freien 5'-Ende des gespaltenen Strangs durch die DNA-Ligase verknüpft.
Xeroderma pigmentosum, eine autosomal rezessiv vererbte Hautkrankheit des Menschen, kann durch eine Reihe von Defekten in der Pyrimidindimerreparatur verursacht werden. Bei einer Form dieser Krankheit arbeitet die Excinuclease mangelhaft. Die Haut von Homozygoten ist gegenüber dem UV-Anteil des Sonnenlichts empfindlich, was zu Atrophie der Dermis, zu Keratosen, Geschwüren und Hautkrebs führt. Bei kultivierten normalen Fibroblasten des Menschen wird die Hälfte der Pyrimidindimere innerhalb von 24 Stunden herausgeschnitten. Dagegen werden bei kultivierten Fibroblasten von Xeroderma-pigmentosa-Patienten in 24 Stunden fast keine Dimere entfernt.
 Reparatur desaminierter Cytosin- oder Adeninreste. Die Cytosin- und Adeninreste der DNA werden in geringem Maß spontan zu Uracil und Hypoxanthin desaminiert. Da Uracil mit Adenin Basenpaarungen bildet, entsteht bei der Replikation der DNA, die einen Uracilrest enthält, ein Tochterstrang, der ein AU-Basenpaar an Stelle des ursprünglichen GC-Basenpaars enthält. In analoger Weise entsteht ein Tochterstrang, der CHyp anstelle von TA enthält, da sich Hypoxanthin mit Cytosin paart. Diese Mutationen werden durch ein Reparaturverfahren verhindert, das durch die hydrolytische Entfernung der betroffenen Base mit Hilfe einer spezifischen DNA-Glycosylase (z.B. Uracil-DNA-Glycosylase) initiiert wird. Zurück bleibt ein Loch in der Basensequenz eines intakten DNA-Moleküls, das AP-Stelle (engl. apurine bzw. apyrimidine) genannt wird und einen Desoxyribosephosphatrest enthält. Eine AP-Endonuclease spaltet das Rückgrat dieser DNA neben der AP-Stelle. Die DNA-Polymerase I schneidet den übriggebliebenen Desoxyribosephosphatrest heraus und ersetzt ihn durch Desoxycytidinphosphat (vorgegeben durch Basenpaarung mit dem Guaninrest des unbeschädigten komplementären Strangs). Schließlich wird der Strang von der DNA-Ligase geschlossen.
 Reparatur durch Rekombination. Die Replikation kann ablaufen, bevor die o. g. Reparaturmechanismen einsetzen können. Beispielsweise ergibt sich bei der Replikation einer DNA, die ein Pyrimidindimer enthält, ein Tochterstrang, der aus zwei Teilstücken besteht. Die beiden Teilstücke sind komplementär zu dem defekten Strang und durch Basenpaarung an diesen gebunden, aber durch eine Lücke voneinander getrennt, die dem Pyrimidindimer gegenüber liegt. Eine Exzisionsreparatur ist nicht möglich, weil hierfür ein fehlerfreier komplementärer Strang benötigt wird. Das Geschwisterduplex ist jedoch fehlerfrei und einer seiner Stränge enthält die korrekte Nucleotidsequenz, die benötigt wird, um die Lücke zu füllen. Deshalb wird die Lücke durch Transfer der passenden Sequenz aus dem fehlerfreien Geschwisterduplex, z.B. durch homologe Rekombination, gefüllt. Im Geschwisterduplex entsteht eine Lücke, die durch Auffüllen und Ligation geschlossen werden kann, weil die Nucleotidsequenz, die der Lücke gegenüber liegt, intakt ist. Nach der Rekombination (bzw. Postreplikationsreparatur) enthält ein Duplex immer noch das Pyrimidindimer. Dies kann anschließend mit Hilfe der Photoreaktivierung oder der Reparatur durch Nucleotidexzision korrigiert werden. Analog zur homologen genetischen Rekombination kann die Rekombinationsreparatur auch durch recA vermittelt werden. Beide Prozesse sind sich in mechanistischer Hinsicht sehr ähnlich.
 SOS-Reparatur.Dabei handelt es sich um eine Notreaktion der Zelle auf massive Schädigung der DNA, SOS-Antwort.
[L.C. Myers et al. Biochemistry32 (1993) 14.089-14.094; B. Van Houtten u.a. Snowden BioEssays15 (1993) 51-59; K. Morikawa Curr. Opin. Struct. Biol. 3 (1993) 17-23; K. Tanaka u. R.D. Wood Trends Biochem. Sci. 19 (1994) 83-86; M.H. Moore et al. EMBO J. 13 (1994) 1.495-1.501; DNA Repair: a special issue of Trends in Biochemical Sciences20 (1995) issue 10; S.N. Guzder et al. "Reconstitution of Yeast Nucleotide Excision repair" J. Biol. Chem. 270 (1995) 12.973-12.976; S. Griffin "DNA damage, DNA repair and desease" Current Biology6 (1996) 497-499]