kovalente Enzymmodifizierung, Enzymmodulation, Enzyminterkonversion. Oligomere (d.h. Multiketten-)Enzyme können in zwei oder mehr Formen existieren, die durch enzymkatalysierte kovalente Modifizierung ineinander umwandelbar sind, und sich z.B. in der Aktivität, der Substrataffinität oder der Abhängigkeit von Effektoren unterscheiden. Gewöhnlich besteht der Aktivitätsunterschied darin, dass die eine Form aktiv und die andere inaktiv ist. Die Aktivität der umwandelnden Enzyme wird durch andere Enzyme, Metabolite und/oder Effektoren reguliert. Die k. E. ist neben der Allosteriewichtig für die physiologische Regulation. Während die Allosterie eine Feinanpassung der Geschwindigkeit von Stoffwechselreaktionen ermöglicht, stellt die k. E. einen Ein-/Ausschalter der Zellfunktionen dar, der sehr empfindlich auf Umgebungseinflüsse reagiert.

Die häufigste Art der k. E. scheint ein Phosphorylierungs-/Dephosphorylierungs-Zyklus zu sein. Viele Rezeptormoleküle der Zellmembran sind Kinasen, ebenso wie die Produkte einiger Onkogene.

Die Möglichkeit solcher Systeme, auf kleine Konzentrationsänderungen der Effektormoleküle drastisch zu reagieren, beruht auf ihrem kinetischen Verhalten, das mit der Michaelis-Menten-Gleichung beschrieben werden kann. Im stationären Zustand hängt die Geschwindigkeitskonstante der Aktivierungs- und Inaktivierungsreaktion P

von dem Anteil des in aktiver Form (P*/P_ges) vorliegenden Proteins P ab. Wenn die Substratkonzentration (das regulierte Protein) kleiner als der K_m-Wert des regulierenden Enzyms ist, liegt eine Kinetik erster Ordnung vor. Für die Hinreaktion gilt: v_H = (V_mH/K_mH)P, und für die Rückreaktion: v_R = (v_mR/K_mR)P^*. Wenn die beiden Reaktionen wie in Abb. 1 graphisch dargestellt werden, dann erscheint der Anteil des aktivierten Enzyms im stationären Zustand am Schnittpunkt der Graphen der beiden Enzyme. Eine geringe Aktivitätsänderung (V_m) bei einem der beiden Enzyme hat keine große Auswirkung auf den aktiven Anteil des Substratproteins.

Wenn dagegen die Konzentration des regulierten Proteins groß genug ist, um die beiden modifizierenden Enzyme zu sättigen, ergibt sich eine Reaktion nullter Ordnung. In diesem Fall verursacht eine relativ kleine Änderung des V_m-Werts von einem der beiden eine große Änderung an dem Anteil des regulierten Proteins, der in der aktiven Form vorliegt (Abb. 1B). Dadurch wird das System gegenüber Konzentrationsänderungen eines allosterischen Regulators für eines der modifizierenden Enzyme sehr empfindlich. Ein Beispiel für ein System, das der Regulierung nullter Ordnung gehorcht, ist die Isocitrat-Dehydrogenase aus E. coli [D.C. LaPorte u. D.E. Koshland, Jr. Nature305 (1983) 286-290]. Dieses Enzym bestimmt die Verteilung des Acetyl-CoA zwischen dem Tricarbonsäure-Zyklus und dem Glyoxylat-Zyklus. Die Isocitrat-Dehydrogenase, die dem Tricarbonsäure-Zyklus angehört, wird durch Phosphorylierung inaktiviert. Die Phosphatase, die die Phosphatgruppen entfernt und dadurch die Dehydrogenase aktiviert, wird ihrerseits durch 3-Phosphoglycerat aktiviert, eine Stoffwechselvorstufe des Acetyl-CoA. Wenn 3-Phosphoglycerat vorhanden ist, erlaubt die aktive Isocitrat-Dehydrogenase den Eintritt des Acetyl-CoA in den Tricarbonsäure-Zyklus, wo es zu CO₂ oxidiert wird. Wenn die Bakterien jedoch auf einem Überschuss von Acetat wachsen, verursacht der relative Mangel an 3-Phosphoglycerat die Inaktivierung der Phosphatase und damit der Dehydrogenase. Der Tricarbonsäure-Zyklus wird dann stillgelegt und die Glyoxylatweiche stellt Kohlenstoff für die Synthese von Zellsubstanzen zur Verfügung. Die K_m der Phosphatase verhält sich zur Konzentration der Isocitrat-Dehydrogenase so, dass eine geringe Konzentrationsänderung des 3-Phosphoglycerats das Gleichgewicht der Isocitrat-Dehydrogenase von fast ganz aktiv zu fast ganz inaktiv verschiebt und umgekehrt.

Die Phosphorylase, die den Glycogenabbau katalysiert, stellt ein Beispiel für eine k. E. als Reaktion auf die Konzentration des sekundären Botenstoffs zyklisches AMP (Hormone) dar. Die inaktive Form (b) der Phosphorylase wird durch Phosphorylierung eines Serinrests aktiviert. Bei der Muskelphosphorylase wird dabei die dimere b-Form des Enzyms dazu veranlasst, zu einem Tetramer zu aggregieren, der aktiven a-Form (in der Leber haben die a- und b-Form das gleiche M_r). Das Enzym, das für die Aktivierung verantwortlich ist, die Phosphorylase-b-Kinase, muss seinerseits durch eine spezifische Kinase aktiviert werden.

Andere Enzyme, die durch Phosphorylierung und Dephosphorylierung reguliert werden, sind die Pyruvat-Dehydrogenase, die Glycogen-Synthetase, die Phosphofructokinase und die Glutamat-Dehydrogenase. Eine k. E., die durch eine Änderung des M_r begleitet ist, d.h. eine Assoziation und Dissoziation, liegt bei der Phosphoribosylpyrophosphat-Amidotransferase, der Pankreaslipase (F- und S-Lipase), der menschlichen Glucose-6-phosphat-Dehydrogenase und der Pyruvat-Kinase in der Rattenniere vor (ADP-Ribosylierung) [O.M. Rosen u. E.G. Krebs (Hrsg.) Protein Phosphorylation, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y. (1982), Bd. 8, A u. B].

Ein anderes gut untersuchtes Beispiel für eine k. E. ist die Glutamin-Synthetase (EC 6.3.1.2), die die L-Glutaminsynthese katalysiert: ATP + L-Glutamat + NH₃ → ADP + P_i + L-Glutamin. Die Regulation dieses Enzyms durch k. E. wurde hauptsächlich für E. coli und Klebsiella-Spezies untersucht (Abb. 2).

Das Enzym besteht aus 12 Untereinheiten (jedes M_r ca. 50 kDa), die in einem Hexagon angeordnet sind. Die Untereinheiten sind identisch und enthalten einen Tyrosylrest, der mit Hilfe der Glutaminsynthetase-Adenyltransferase (EC 2.7.7.42) adenyliert werden kann. Zwischen der Phosphatgruppe des AMP-Rests und der phenolischen OH-Gruppe des Tyrosylrests bildet sich eine Phosphoesterbindung aus. Wenn alle 12 Untereinheiten adenyliert sind (E₁₂), ist das Enzym vollständig inaktiv, während volle Aktivität vorliegt, wenn keine Untereinheit adenyliert ist (E₀). Zwischen E₁₂ und E₀ sind theoretisch 382 Formen der adenylierten Glutamin-Synthetase möglich, die wirkliche Anordnung der Adenylgruppen in den mittleren Stufen der Adenylierung ist jedoch nicht bekannt. Die Glutaminsynthetase-Adenyltransferase, die aus E. coli isoliert und gereinigt wurde, besitzt zwei aktive Zentren, von denen eines die Glutamin-Synthetase adenyliert und das andere desadenyliert. Die Transferase aktiviert bzw. deaktiviert die Synthetase in Abhängigkeit von der relativen Aktivität dieser beiden aktiven Zentren. Diese wiederum hängt von einem regulatorischen Protein P_II ab, das aus vier identischen Untereinheiten besteht. Jede Untereinheit enthält einen Tyrosylrest, der mit Hilfe der Uridylyl-Transferase uridylyliert wird. Die uridylylierte Form aktiviert die Desadenylierungsaktivität, während die nichturidylylierte Form die Adenylierungsaktivität der Adenyltransferase stimuliert. Die Uridylyl-Transferase wird durch 2-Oxoglutarat aktiviert und durch L-Glutamin inhibiert, so dass das Verhältnis 2-Oxoglutarat/Glutamin letztendlich die Aktivität der Glutamin-Synthetase reguliert.

kovalente Enzymmodifizierung. Abb. 1. Anteile des aktivierten (P^*) und inaktiven (P) Proteins im stationären Zustand.
A: Wenn die K_m-Werte des Enzyms, das die Hin- und Rückreaktionen katalysiert, größer als P_ges sind, dann liegt eine Reaktionskinetik erster Ordnung vor. Eine Erhöhung der Geschwindigkeit der Hinreaktion um 50 % verschiebt den Anteil von P in die aktive Form (P*/P) nicht stark.
B: Wenn dagegen P_ges viel größer als K_m ist, so dass die Reaktionskinetik nullter Ordnung ist, verschiebt eine 50 %ige Erhöhung der Geschwindigkeit der Hinreaktion den Anteil an aktivem Protein von 0,05 zu 0,9 (in diesem Beispiel). [angepasst nach D.C. LaPorte u. D.E. Koshland, Jr. Nature305 (1983) 286-290]

kovalente Enzymmodifizierung. Abb. 2. Regulation der Aktivität der Glutamin-Synthetase durch Adenylierung und Deadenylierung. GS = Glutamin-Synthetase; GS-AMP = adenylierte Glutamin-Synthetase; Atase = Adenylyl-Transferase; 2-Ox = 2-Oxoglutarat; L-Gln = L-Glutamin.