Göttinger Max-Planck-Forscher haben eine Mikroskoptechnik entwickelt, mit der sich die molekularen Vorgänge an synaptischen Vesikeln direkt beobachten lassen. Bisher scheiterten derartige Beobachtungen an den physikalischen Grenzen der Lichtmikroskopie. Demnach können Strukturen, die kleiner als 200 Nanometer sind, nicht scharf abgebildet werden.
STED-Mikroskopie | Die STED-Mikroskopie: Der blaue Lichtstrahl (EXC beam) wird mithilfe eines geeigneten Spiegels in das Objektiv (Lens) gelenkt, wo er auf Grund der Beugung zu einem Spot von etwa 200 Nanometer Durchmesser fokussiert wird. Er regt Fluoreszenz-Markermoleküle an, mit denen die zu untersuchenden Proteine der Probe markiert wurden. Die Markermoleküle gelangen in einen höheren Energiezustand, aus dem sie Licht anderer Wellenlänge emittieren (Fluoreszenz) und dabei in den Grundzustand zurückkehren. Das Fluoreszenzlicht (grün) wird vom selben Objektiv aufgefangen und im Detektor registriert. Rastert man mit dem blauen Anregungs-Spot die Zelle ab und registriert die entstehende Fluoreszenz im Rechner, so bekommt man ein Bild der Probe. Es gilt: je kleiner der Anregungs-Spot, desto schärfer das Mikroskop. Leider lässt sich wegen der Beugung der Spot normalerweise nicht weiter verkleinern. Der Trick der STED-Mikroskopie besteht nun darin, dass man einen 2. Strahl (STED beam, in orange) verwendet, der die angeregten Fluoreszenzmarker abregt, bevor sie Fluoreszenzlicht emittieren. Wenn man den STED-Strahl ringförmig (STED spot) um den Spot ausbildet, bewirkt man, dass vorwiegend Marker aus dem Außenbereich des Anregungs-Spots abgeregt werden und nicht in seinem Inneren. Das Ergebnis ist ein effektiver Fluoreszenz-Spot (grün), der hier auf etwa 66 Nanometer im Durchmesser reduziert ist. Macht man den STED-Spot sehr intensiv, lässt sich dieser Fleck prinzipiell bis auf Molekülgröße schärfen und eine molekulare Auflösung erzielen.
Bei der neu entwickelten STED-Mikroskopie (Stimulated Emission Depletion) wird eine Probe wie bei der herkömmlichen Fluoreszenzmikroskopie mit fluoreszierenden Farbstoffen markiert und mit Licht bestimmter Wellenlänge angeregt. Unmittelbar nach der Anregung bestrahlen die Forscher jedoch die Probe erneut. Dadurch wird der Marker wieder abgeregt, bevor er Fluoreszenzlicht aussendet. Bei einem ringförmigen Lichtstrahl geschieht dies nur im Außenbereich des Anregungs-Spots, der dadurch kleiner, also schärfer wird. Damit können Forscher eine Auflösung von 50 bis 70 Nanometern erreichen.
Synaptotagmin | Auflösungsgewinn durch STED-Mikroskopie anhand synaptischer Vesikel: Herkömmliche, so genannte konfokale Mikroskope können nicht Proteine, die zu einzelnen Vesikeln gehören, in der Synapse einer Nervenzelle auflösen. Die STED-Mikroskopie macht dagegen diese Moleküle sichtbar (in der Abbildung rechts das Protein Synaptotagmin).
Mit dieser Technik konnten die Wissenschaftler um Reinhard Jahn vom Max-Planck-Institut für biophysikalische Chemie das Protein Synaptotagmin beobachten, welches ein typischer Bestandteil der Membran synaptischer Vesikeln ist [1]. Diese Vesikel – etwa 40 Nanometer große Membranbläschen – schütten Botenstoffe aus, wenn Informationen von einer Nervenzelle zur nächsten übertragen tragen werden sollen. Dabei verschmelzen die Vesikelmembranen mit der Memban der Nervenzelle und gehen in ihr – mit bisherigen Methoden ununterscheidbar – auf. Nun klärte sich, dass die in den Vesikelmembranen integrierten Synaptotagmin-Moleküle auch nach der erfolgten Verschmelzung miteinander verbunden bleiben. Dadurch kann die Nervenzelle, so vermuten die Forscher, die vesikeltypischen Membranproteine leichter im Sammelpack wiederverwerten.
Die Forscher um Manfred Heckmann von der Universität Würzburg interessierten sich für das Protein "Bruchpilot" bei der Taufliege Drosophila [2]. Es spielt bei der Ausschüttung der Vesikel eine wichtige Rolle. Wie die Wissenschaftler mit der STED-Technik entdeckten, ordnet sich Bruchpilot in der Zellmembran zu 150 Nanometern großen Ringen an und bildet hier eine aktive Zone, an der die Vesikel freigesetzt werden.
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