Die beiden Wissenschaftlerinnen trennten hierzu die komplementären Stränge der DNA-Doppelhelix und nutzten einen der Einzelstränge als Matrize für die Anfertigung einer Kopie – mit Nucleobasen, die mit verschiedenen Fluoreszenzfarbstoffen markiert wurden. Erst kürzlich war es den Forscherinnen gelungen, ein Enzym zu finden, das auch aus sperrigen, markierten Nucleobasen korrekte Kopien synthetisiert. An winzige Kunststoffkügelchen gekoppelt ließen sich die so markierten DNA-Moleküle vereinzeln.

Im nächsten Schritt musste der DNA nach dem Salamiprinzip vom Ende her eine Nucleobase nach der anderen abgeschnitten und identifiziert werden. Bereits seit zehn Jahren gibt es spektrometrische Verfahren, mit denen einzelne fluoreszierende Moleküle identifiziert werden können. Eine Hürde dagegen war bis vor kurzem, ein "Salamimesser" zu finden – ein Enzym, das die fluoreszierenden Nucleobasen wieder freisetzt. Denn die markierte DNA erweist sich als sehr sperrig und windet sich auch anders als das unmarkierte Original.

Alle getesteten "Salamimesser", sprich Exonucleasen, scheiterten zunächst. Statt weitere "Messer" zu testen, variierten die Forscherinnen die Schneidbedingungen: Durch Zugabe des Lösemittels Dioxan konnten sie die Löslichkeit der DNA erhöhen und den Schneidemodus des gewählten Enzyms, E.-coli-Exonuclease III, verbessern. Markierten sie außerdem nur zwei der vier Nucleobasensorten, zeigte sich die DNA weniger sperrig.

Eine vollständige Sequenzanalyse könnte nach Ansicht der Wissenschaftlerinnen gelingen, wenn das Experiment mit allen möglichen Permutationen wiederholt wird. "Die Grundlagen für die Einzelmolekül-Sequenzierung sind damit gelegt," zeigt sich Brakmann optimistisch. "Vollautomatische Geräte könnten einzelne Abweichungen in Genabschnitten feststellen und eventuell sogar bis zu eine Million Nucleobasen pro Tag entschlüsseln."